Un autre regard

 


Dispositifs médicaux suisses pour
la médecine régénérative autologue.

Farid Gomri, Solange Vischer, Antoine Turzi et Sarah Berndt*

Correspondance: sberndt@regenlab.com

LES PRODUITS « REGEN LAB » AU SERVICE DE LA MÉDECINE RÉGÉNÉRATIVE CHEZ L’HOMME

A/ Le PRP Classic ou Standard

Résumé

La médecine régénérative, basée sur l’utilisation de tissus autologues et de cellules embryonnaires, souches ou différenciées, suscite un intérêt croissant.Cependant, leur préparation, dans le respect des bonnes pratiques et des réglementations sanitaires, est un défi technique. L’objectif de ce manuscrit est de présenter la conception de dispositifs médicaux fiables et marqués CE pour la préparation de plasma riche en plaquettes (PRP) standardisé et d’autres produits biologiques autologues destinés à des usages thérapeutiques.

Il existe de nombreux procédés d’isolement du PRP. Selon la méthodologie utilisée, la composition du PRP varie fortement en termes de concentration plaquettaire, de qualité des plaquettes et de niveau de contamination par des globules rouges et blancs. Cette variabilité de la composition du PRP peut affecter les résultats cliniques.

Les dispositifs présentés ici sont basés sur une technologie spécifique, brevetée dans le monde entier, qui permet la séparation précise et reproductible des composants sanguins en fonction de leur densité en utilisant des gels séparateurs thixotropes dans des systèmes fermés.

Ceci permet la préparation, de manière automatisée, de PRP pauvre en leucocytes avec une composition standardisée.

La production de PRP, sous différentes formes, est un atout clinique pour répondre à des besoins thérapeutiques variés. C’est pourquoi nous proposons des solutions pour préparer du PRP sous forme de liquide ou de gel, et du PRP combiné à de l’acide hyaluronique.  Ces produits biologiques ont été utilisés avec succès dans de nombreux domaines thérapeutiques différents, donnant lieu à plus de 150 études cliniques publiées.

Mots clés : plasma riche en plaquettes ; PRP ; régénération tissulaire ; thérapie cellulaire ; médecine régénérative ; produits biologiques autologues ; produits ortho-biologiques ; acide hyaluronique ; HA ; bonnes pratiques de fabrication ; BPF ; dispositifs médicaux.

Introduction

Des développements majeurs en médecine régénérative basée sur les tissus et cellules autologues (embryonnaires, souches ou différenciées) ont eu lieu depuis le début du 20ème siècle.

La thérapie par plasma riche en plaquettes (PRP) a gagné en popularité depuis les premiers rapports sur son utilisation clinique dans les années 1980 et 19901. Les techniques de chirurgie reconstructive et orthopédique utilisent les propres tissus du patient, tels que la peau, la graisse, le tendon ou l’os, pour traiter des traumatismes ou des défauts héréditaires. Plus récemment, l’idée d’utiliser des cellules ou des facteurs de croissance pour stimuler la régénération des tissus sur le site de la lésion a émergé.

David R. Knighton a décrit la première utilisation de « facteurs de croissance à action locale obtenus à partir de plaquettes humaines et appliqués par voie topique », soulignant l’intérêt d’isoler les plaquettes sécrétant des facteurs de croissance à partir du sang total pour induire la régénération des tissus, notamment dans la cicatrisation des plaies chroniques.  À l’époque, Knighton a utilisé des techniques de laboratoire pour préparer le PRP (2,3).

Le PRP est facile à obtenir, puisqu’il ne nécessite qu’une ponction veineuse. Les composants sanguins sont ensuite séparés par centrifugation pour obtenir la fraction contenant le plasma et les plaquettes. Le coût relativement faible et la facilité d’utilisation ont facilité l’expansion rapide du PRP dans les pratiques médicales (4,5).

La préparation du PRP a été grandement simplifiée ces dernières années, grâce au développement d’appareils commerciaux de préparation du PRP (6). Ces dispositifs permettent également la préparation du PRP en conformité avec les exigences de la réglementation sanitaire et des bonnes pratiques. Comme il existe de nombreuses publications dans lesquelles le PRP a été préparé à l’aide d’accessoires de laboratoire, ou de tubes destinés uniquement à un usage diagnostique, la plupart des professionnels de santé ne savent pas que le PRP destiné à un usage thérapeutique ne doit être préparé qu’avec des dispositifs médicaux certifiés destinés à la préparation du PRP.

Voir par exemple la section 201(h) de la loi fédérale sur les aliments, les médicaments et les cosmétiques, ou l’article 5 du règlement 2017/745 sur les dispositifs médicaux, pour les États-Unis ou l’Union européenne, respectivement (7,8).

Processus standard d'isolement du plasma riche en plaquettes (PRP).

Il existe de nombreux protocoles de préparation du PRP, qui diffèrent par les dispositifs de préparation, les conditions de centrifugation et la dextérité de l’opérateur, si bien que le PRP est utilisé pour qualifier des produits biologiques dont la concentration en plaquettes, la qualité et le contenu en facteurs de croissance, ainsi que le niveau de contamination par des globules rouges et des globules blancs pro- inflammatoires varient fortement (9).

Cette grande variabilité dans les préparations de PRP, et les différents protocoles de traitement, créent un défi lorsqu’on essaie de tirer des conclusions de la littérature sur les bénéfices cliniques du PRP. C’est pourquoi de nombreux systèmes de classification des PRP ont été mis au point afin de faciliter la communication des résultats des études cliniques (1,10).

Cependant, les différentes technologies disponibles produisent principalement deux types de PRP : le PRP plasmatique et le PRP de couche leuco-plaquettaire (10) (voir tableau 1).

les différentes technologies disponibles produisent principalement deux types de PRP : le PRP plasmatique et le PRP de couche leuco-plaquettaire (10) (voir tableau 1).

Le PRP plasmatique, est généralement produit en utilisant une faible force centrifuge et/ou une centrifugation très courte d’un petit volume de sang (généralement moins de 20 ml). Dans ces conditions de centrifugation, les plaquettes flottent encore dans le plasma à la fin de la centrifugation. Elles forment un gradient, la plus forte concentration de plaquettes se trouvant près de la couche de globules blancs appelée couche leucocytaire. Avec cette technique, le PRP est généralement un PRP pauvre en leucocytes (LP-PRP) avec une contamination quasi nulle par les globules rouges et un facteur de concentration plaquettaire inférieur à 3 fois (3×) la valeur de base dans le sang (10)Pour certains appareils, une seconde centrifugation est effectuée pour augmenter la concentration finale de plaquettes au-delà de 3×, en éliminant une partie du plasma pauvre en plaquettes (PPP). Par conséquent, ces dispositifs doivent traiter un volume de sang plus important (60 ml) pour obtenir 6-7 ml de LP-PRP hautement concentré (11).

Cependant, la composition de ces LP-PRP dépend fortement de l’opérateur. Comme il n’existe pas de barrière physique entre le plasma et la couche leuco-plaquettaire, le PRP peut facilement être contaminé par des cellules sanguines si l’opérateur s’approche trop près de la couche leuco-plaquettaire. D’autre part, si l’opérateur arrête de collecter le plasma trop loin de la couche leuco-plaquettaire, les plaquettes ayant la densité la plus élevée ne seront pas récupérées. Les plaquettes les plus denses sont celles qui sont les plus riches en facteurs de croissance (12). Ainsi, ce type de LP-PRP peut contenir moins de facteurs de croissance que d’autres PRP ayant la même concentration de plaquettes, préparés à l’aide d’une technique permettant une récupération plus efficace des plaquettes ayant les densités les plus élevées.

Le PRP de couche leuco-plaquettaire est produit par centrifugation à haute force qui concentre les plaquettes au niveau de la couche leuco-plaquettaire avec les globules blancs. Selon les appareils, la couche leucocytaire complète ou une partie de celle-ci est recueillie dans des volumes variables de plasma.  Le PRP qui en résulte est un PRP riche en leucocytes (LR-PRP) avec un facteur de concentration plaquettaire supérieur à 4×.  Il contient des globules blancs pro-inflammatoires concentrés et un niveau variable de globules rouges et, par conséquent, est souvent rougeâtre (10). Un volume élevé de sang (25-60 ml ou plus) est nécessaire pour produire 1 à 6 ml de PRP-LR, car le PPP doit être éliminé pour atteindre un facteur de concentration plaquettaire supérieur à 3×. Les dispositifs de collecte de la couche leuco-plaquettaire en forme de sablier sont conçus pour collecter la totalité ou la majeure partie de la couche leuco-plaquettaire. L’opérateur, en utilisant le système de vissage du dispositif, doit déplacer la zone de couche leucocytaire dans la partie la plus étroite du dispositif, avant de la collecter. La composition du PRP qui en résulte dépend donc de l’opérateur et est contaminée par une forte concentration de globules blancs pro-inflammatoires (13). Les dispositifs qui contiennent un plateau flottant ou une bouée d’une densité spécifique permettent la séparation physique des composants sanguins pendant la centrifugation. Les plaquettes et le plasma, qui ont une densité inférieure à celle du séparateur physique, sont récupérés dans un compartiment séparé du dispositif, à partir duquel le PRP est collecté.

Bien que le séparateur physique permette de retenir la plupart des globules rouges et blancs, le PRP obtenu est néanmoins un LR-PRP avec un niveau variable de contamination par les globules rouges et, par conséquent, un PRP pro-inflammatoire (14).

Les systèmes automatisés assistés par ordinateur sont des versions plus petites des machines d’aphérèse utilisées dans les centres de don du sang pour la préparation de concentrés plaquettaires destinés à la transfusion. Après séparation par centrifugation avec une force g variable dans une machine spécifique, les composants sanguins passent à travers des capteurs lumineux. Le changement de couleur et de turbidité de l’échantillon déclenche un interrupteur qui envoie les composants sanguins dans différents sacs ou dans une seringue. Avec ce type d’appareil, la composition du PRP obtenu dépend du réglage. L’opérateur programme l’appareil en fonction du type de produit final souhaité. Cependant, il n’est pas possible de régler le niveau de contamination cellulaire en dessous d’un certain seuil. Par exemple, le réglage minimal de l’hématocrite est de 2 % dans un type d’appareil (14). Par conséquent, le PRP produit avec ces appareils est généralement un PRP riche en leucocytes. Il est à noter que l’utilisation de paramètres qui minimisent la contamination par les globules rouges et blancs, induit une diminution significative de la récupération des plaquettes (<50%) et probablement aussi la perte des plaquettes les plus denses (14)

A. Prélèvement

Fabrication de dispositifs innovants pour la préparation normalisée du PRP

Pour répondre au besoin de préparations PRP standardisées, Regen Lab, une société suisse spécialisée dans les produits pharmaceutiques et les dispositifs médicaux, a mis au point des systèmes complexes de séparation type polymère-gel qui permettent de récupérer efficacement les plaquettes et le plasma et d’éliminer les globules rouges et blancs dans un système automatisé en circuit fermé.  Cette technologie innovante combine les avantages, sans les inconvénients, des méthodes de préparation du PRP en couche leucocytaire et en plasmatique.

Ces dispositifs répondent aux différents défis d’une préparation efficace du PRP conformément aux réglementations internationales sur les dispositifs médicaux, ce qui signifie que les dispositifs sont efficaces pour l’isolement du PRP et sûrs pour les patients et les opérateurs. Cela implique également que le fabricant doit se conformer à toutes les normes et exigences liées à la fabrication de dispositifs médicaux. En outre, ces dispositifs doivent répondre aux besoins des cliniciens dans divers domaines thérapeutiques.

 

1. Conception et fabrication de dispositifs médicaux pour une préparation sûre et efficace du PRP.

1.1. Exigences essentielles pour le fabricant

En plus des réglementations internationales sur les dispositifs médicaux, un fabricant de dispositifs médicaux doit suivre de nombreuses normes et de nombreux conseils. En ce qui concerne les normes ISO, la liste n’est pas destinée à être exhaustive. Le fabricant doit disposer d’un système de gestion de la qualité certifié selon la norme ISO 13485 et d’un système de gestion des risques (ISO 1471). Il doit effectuer une évaluation clinique continue (ISO 14155) et une surveillance post-commercialisation (ISO/TR 20416) pour vérifier la sécurité et les performances, y compris les avantages cliniques, du dispositif lorsqu’il est utilisé comme prévu par le fabricant. Les processus de fabrication doivent être validés.

Le fabricant doit s’assurer que ses dispositifs sont fabriqués dans un environnement contrôlé, par exemple, dans des salles blanches (ISO 14644, ISO 14698) avec des matériaux approuvés, de qualité pharmaceutique ou testés pour leur biocompatibilité (ISO 10993).

En outre, les dispositifs de préparation du PRP doivent être fabriqués de manière à être stériles (ISO 11737, 17665, 11137), conditionnés de manière à ce que la stérilité soit maintenue tout au long de la durée de vie des dispositifs (ISO 11607) et étiquetés de manière adéquate (ISO 15223). Ensuite, pour pouvoir être mis sur le marché, un dispositif médical doit être approuvé par les autorités sanitaires de chaque pays où il est commercialisé. Les réglementations diffèrent selon les pays, mais les principales exigences d’approbation sont toujours la sécurité et l’efficacité des dispositifs.

Dans l’Union européenne, il existe un règlement unique (le règlement sur les dispositifs médicaux MDR 2017/745, qui remplace la directive sur les dispositifs médicaux MDD 93/42 CEE) applicable pour tous les membres et pour les autres pays hors Union, comme la Suisse, qui ont décidé de suivre ce règlement.

En vertu de ce règlement, les dispositifs médicaux pour la préparation du PRP sont classés IIa ou IIb et doivent être certifiés par un organisme notifié.

Les autorités sanitaires doivent également effectuer un audit réglementaire des fabricants. Pour simplifier ce processus, le programme d’audit unique des dispositifs médicaux (MDSAP) a été mis en place. Il permet un audit réglementaire unique du fabricant du dispositif, par un organisme d’audit reconnu qui satisfait aux exigences pertinentes des autorités réglementaires participant au programme. Les membres du programme MDSAP sont l’Australie, le Brésil, le Canada, le Japon et les États-Unis. D’autres pays, comme le Royaume-Uni et l’Union européenne, ne sont, pour l’instant, que des observateurs. Le système de management de la qualité de RegenLab est certifié dans le cadre de ce programme, la certification MDSAP étant obligatoire pour la commercialisation des dispositifs médicaux au Canada depuis 2019.

1.2. Conception d’appareils répondant aux besoins des utilisateurs pour la préparation de PRP normalisé

Le fabricant doit déterminer l’utilisation prévue et les spécifications des exigences fonctionnelles de ses dispositif. Dans le cas présent, les dispositifs sont destinés à la préparation de PRP autologue standardisé, et les principales exigences fonctionnelles sont que les dispositifs soient stériles, à usage unique, conçus pour être utilisés au chevet du patient par les médecins pour obtenir une petite quantité de sang veineux.

Stérilité :

Les dispositifs médicaux sont conditionnés dans des blisters individuels et sont stérilisés par exposition à une dose minimale d’irradiation gamma de 25 kGy ou, pour les dispositifs contenant de l’acide hyaluronique, par chaleur humide. Pour maintenir la stérilité de l’échantillon biologique, un dispositif destiné à la préparation du PRP au lit du patient doit fonctionner en circuit fermé (Figure 1).

Cela présente également l’avantage de minimiser le risque d’exposition au sang pour l’opérateur. Une fois le PRP préparé, il est collecté à l’aide d’une seringue reliée à un dispositif de transfert. L’utilisation de ces accessoires garantit que l’échantillon biologique n’est pas exposé à l’air et réduit le risque de contamination microbienne. Le porte-tube et le dispositif de transfert sont munis d’une aiguille interne qui n’entame pas le bouchon du tube. Ainsi, lorsque le tube est retiré des accessoires, il est toujours étanche à l’air. Ces tubes sont fabriqués avec du verre borosilicate de type I de qualité pharmaceutique (Ph. Eur &USP) avec cérium et fermés par des bouchons en caoutchouc bromobutyle, testés pour leur biocompatibilité selon les normes ISO 10993.

Anticoagulant :

Pour maintenir le PRP sous forme liquide jusqu’à son utilisation, un dispositif PRP doit contenir un anticoagulant réversible. L’utilisation d’un anticoagulant réversible est plus pratique, à condition que l’anticoagulant n’ait pas d’effet secondaire sur le patient. Le citrate de sodium a été choisi car les anticoagulants à base de citrate sont entièrement réversibles. Par rapport à l’ACD-A (acid citrate dextrose solution A) qui est un anticoagulant acide (pH 4,5-5) souvent utilisé pour la préparation du PRP, le citrate de sodium a l’avantage d’avoir un pH neutre (pH 7) et de ne pas contenir de sucre (15).  De ce fait le citrate de sodium est plus physiologique et n’a pas d’effet secondaire sur le patient. Il est pré-dosé dans les tubes, évitant ainsi les risques liés à la manipulation de l’anticoagulant par l’opérateur.

Figure 1. Processus de production standardisée de PRP. Les tubes Regen PRP sont conçus pour une utilisation en circuit fermé afin de maintenir la stérilité des échantillons biologiques.

(A) La ponction veineuse est effectuée, et le nombre souhaité de tubes Regen PRP est rempli de sang total. Le vide à l’intérieur des tubes permet le prélèvement automatique du volume de sang nécessaire (environ 10 ml).

(B) Les tubes sont soigneusement retournés trois fois pour mélanger le sang avec l’anticoagulant.

(C) Le tube est centrifugé avec une force centrifuge relative de 1500 g pendant 5 à 9 minutes.

(D) Après la centrifugation, le sang est fractionné ; les globules rouges et blancs sont piégés sous le gel, et les plaquettes se déposent à la surface du gel.

(E) Le tube est doucement secoué pour remettre en suspension les plaquettes.

(F) Le PRP obtenu est collecté à l’aide d’une seringue reliée à un dispositif de transfert.

2. Préparation standardisée du PRP avec des gels séparateurs :2.

Le principal défi lors de la conception d’un dispositif pour la préparation du PRP est de trouver une technologie efficace pour isoler le PRP. Afin d’être indépendant de l’opérateur, une séparation physique est nécessaire pour isoler mécaniquement les plaquettes et le plasma des autres composants sanguins.

Comme mentionné ci-dessus, d’autres dispositifs sur le marché ont été conçus avec des tablettes ou des bouées flottantes, ou utilisent des systèmes assistés par ordinateur avec un capteur de lumière et des valves, pour séparer physiquement les composants sanguins.

Par rapport à ces technologies, l’utilisation de gels séparateurs en polymère présente de nombreux avantages.

Elle peut être utilisée dans de petits tubes de prélèvement sanguin, réduisant ainsi le volume de sang nécessaire, la séparation par gel ne nécessite qu’une courte centrifugation (5 ou 9 min, selon le type de gel) et elle permet la séparation précise des composants sanguins au niveau cellulaire (16).

Ces gels séparateurs sont conçus avec une densité spécifique ; ils sont plus légers que les globules rouges et blancs indésirables et plus lourds que les plaquettes et le plasma.

Ces gels ont également des propriétés thixotropiques qui leur permettent de devenir fluides lorsqu’ils sont soumis à une force centrifuge de 1500× g, et de retrouver leur consistance initiale lorsque la centrifugation est terminée.

Les gels séparateurs utilisés dans les dispositifs RegenLab sont biocompatibles, conformément aux normes ISO 10993, et chimiquement inertes, donc sans danger pour le patient. Pendant la centrifugation, les composants du sang sont séparés en fonction de leur densité spécifique et forment des couches distinctes qui sont le plasma, la couche leucocytaire et le culot de globules rouges.

La couche leucocytaire est une zone blanchâtre qui contient les plaquettes et les globules blancs. Le gel séparateur, grâce à sa thixotropie, devient fluide, migre vers le haut du dispositif et s’intercale précisément à l’intérieur de la couche leucocytaire au niveau de sa propre densité spécifique.

A la fin de la centrifugation, le gel séparateur reprend sa consistance solide et forme une barrière solide qui sépare mécaniquement les composants sanguins. Il isole les plaquettes et le plasma dans la partie supérieure du tube, tandis que les globules rouges et blancs indésirables sont piégés sous le gel séparateur dans la partie inférieure.

En raison de la force centrifuge, les plaquettes forment un mince sédiment sur la surface supérieure du gel. Pour obtenir du PRP, le tube doit être agité doucement pour remettre les plaquettes en suspension dans le plasma (Figure 2). À ce stade, la préparation est prête à être utilisée par le médecin.

Comme c’est le gel polymère qui sépare les composants sanguins en fonction de leur densité, l’isolement du PRP dans ces dispositifs est spécifique et indépendant de l’opérateur, et est donc fiable et reproductible.

Le PRP résultant est un plasma PRP standardisé avec une récupération élevée des plaquettes (>80%) sans perte spécifique des plaquettes les plus denses, un faible niveau de leucocytes, avec une déplétion spécifique des globules blancs pro-inflammatoires et pratiquement pas de globules rouges.

Les globules rouges sont indésirables dans le PRP car leur dégradation libère des radicaux libres qui induisent un stress oxydatif et des composants, comme l’hème de l’hémoglobine, qui sont délétères pour les cellules [17,18].

Les leucocytes peuvent être divisés en trois populations principales dans le sang : les granulocytes (65%), les lymphocytes (30%) et les monocytes (5%).

 

3. Différents types de gels séparateurs qui diffèrent par leur densité spécifique ont été développés.

Cela permet soit de récupérer uniquement les plaquettes (RegenBCT/A-CP), soit les plaquettes et les globules blancs mononucléaires (lymphocytes et monocytes) (RegenTHT) avec une grande efficacité.  Même dans ce dernier cas, le PRP résultant est toujours un LP-PRP car la concentration finale de globules blancs totaux reste inférieure au niveau de base dans le sang.  Selon le type de gel séparateur, la récupération des globules blancs mononucléaires varie de 20 à 80 % (données de performance de l’appareil dans le dossier, disponibles sur demande). Nous pensons que les lymphocytes et monocytes présents dans la préparation peuvent améliorer la cicatrisation par leurs effets sur la modulation de l’inflammation, le remodelage et la réparation des tissus, et la présentation phénotypique des macrophages (19). Il a été démontré précédemment que la différence de concentration en leucocytes dans le PRP peut affecter la polarisation des macrophages. Des études ont montré que le PRP riche (LR-PRP) augmente principalement l’expression des macrophages M1, tandis que le LP-PRP induit de manière significative l’activité des macrophages M2 (20). Il a été conclu que le LP-PRP ne favorise pas seulement la prolifération des cellules par le biais de facteurs de croissance, mais recrute les cellules réparatrices à travers les tissus et le sang pour favoriser la réparation des tissus.

D’autres études ont démontré les effets bénéfiques des cellules mononucléaires (21-23). Les monocytes sont associés à une augmentation du métabolisme cellulaire et de la production de collagène dans les fibroblastes, ainsi qu’à une diminution de la libération des cytokines antiangiogéniques interféron-g et IL-12 (21,22). Des études antérieures ont montré que les plaquettes activent les lymphocytes pour aider à stimuler la production de collagène via une augmentation de l’expression de l’IL-6 (21,22). Aujourd’hui, dans les cliniques, la question de savoir si les leucocytes doivent être inclus dans le PRP fait toujours débat. Certains soutiennent que la concentration de leucocytes devrait être réduite pour les applications intra-articulaires (24,25) et augmentée pour la réparation des tendons, par exemple (26). D’autre part, les granulocytes, la principale population de leucocytes, sont des cellules pro-inflammatoires. Ils sont remplis de granules qui contiennent de puissantes enzymes destructrices, comme des peroxydases, des protéases et des enzymes lysosomales. La libération de ces molécules est cruciale pour combattre l’infection bactérienne dans les plaies ouvertes ; cependant, elle a un effet délétère dans les lésions aseptiques. Il a été démontré chez des souris dépourvues de neutrophiles, que l’absence de neutrophiles, le type de granulocytes le plus abondant, n’affecte pas la cicatrisation cutanée et pourrait même l’accélérer (27). Ainsi, la déplétion spécifique des granulocytes dans le PRP pourrait permettre d’éviter des réactions inflammatoires indésirables. Puisque le volume total de plasma est récupéré sur le gel séparateur, le facteur de concentration plaquettaire dans le PRP préparé avec les dispositifs RegenLab est environ 1,5 à 1,7 fois la valeur de base dans le sang total.

Grâce à la haute qualité des plaquettes récupérées, ce PRP faiblement concentré s’est avéré efficace dans tous les domaines thérapeutiques dans lesquels il a été testé (voir ci-dessous). Toutefois, si cela est jugé nécessaire, une partie du plasma pauvre en plaquettes peut être éliminée avant l’étape de resuspension des plaquettes. Le facteur de concentration plaquettaire peut ainsi être augmenté jusqu’à 3 à 4 fois la valeur de base dans le sang.

Le PRP contenant des plaquettes de haute qualité à une concentration légèrement supérieure à la valeur physiologique est pertinent pour une utilisation thérapeutique, car il n’affecte pas l’homéostasie tissulaire, et le faible niveau de contamination cellulaire (principalement des lymphocytes et des monocytes) réduit le risque de réactions inflammatoires indésirables.Il est important de noter qu’il a été démontré qu’une concentration plaquettaire trop élevée (plus de 5 fois supérieure à la valeur de base) produit des résultats sous-optimaux ou des effets cytoxiques in vitro (28,29) et dans des modèles animaux (30).

Des études cliniques comparatives favorisent également un PRP moins concentré (31,32)Les avantages de l’utilisation d’un PRP hautement concentré par rapport à un PRP présentant un facteur de concentration plaquettaire plus faible n’ont pas été démontrés. La concentration plaquettaire dite thérapeutique de 1 milliard par ml (4 à 5 fois supérieure aux valeurs de base) (33) n’a jamais été démontrée par des études cliniques comparatives et pourrait ne concerner que les PRP riches en leucocytes, car une concentration plaquettaire plus élevée pourrait être nécessaire pour compenser les effets négatifs des globules blancs pro-inflammatoires.

4. Le savoir-faire développé pour l’isolement du PRP avec le gel séparateur peut être utilisé pour la préparation d’autres produits biologiques.

Le gel qui permet de récupérer les cellules mononucléaires du sang (MNC) en plus des plaquettes peut être utilisé pour traiter l’aspirat de moelle osseuse pour la préparation de concentrés de cellules de moelle osseuse.

Dans ce tube, les cellules souches de la moelle osseuse sont récupérées dans la fraction de cellules mononucléaires sur le gel séparateur.

Récemment, nous avons développé un nouveau gel séparateur pour isoler le plasma acellulaire pour la préparation du plasma de convalescence des patients ayant récupéré d’une infection.

5. Production de PRP sous différentes formes pour répondre aux besoins thérapeutiques

L’anticoagulation par le citrate de sodium est réversible.  Le citrate empêche la coagulation uniquement en se liant aux ions calcium plasmatiques de l’échantillon de sang utilisé pour la préparation du PRP. Les ions calcium sont des cofacteurs essentiels de la cascade de coagulation. Ainsi, lorsque le PRP liquide est injecté dans les tissus, il coagule grâce à l’apport d’ions calcium par le liquide interstitiel.

Néanmoins, pour certaines applications thérapeutiques, comme le traitement des plaies, les soins de santé Les prestataires doivent obtenir des gels ou des caillots de PRP.

La coagulation du PRP citraté peut être induite par des activateurs, tels que la thrombine, une solution de calcium ou une combinaison des deux. Il y a souvent confusion entre l’activation plaquettaire et l’activation de la coagulation. Il existe une fausse croyance selon laquelle le PRP doit être activé pour déclencher la libération de facteurs de croissance. Cela provient des premières expériences in vitro, où l’ajout d’activateurs, tels que la thrombine calcifiée, était nécessaire pour extraire les facteurs de croissance des plaquettes (34).

Les plaquettes ne sont pas de simples vésicules remplies de facteurs de croissance mais des entités fonctionnelles qui libèrent les facteurs de croissance de manière contrôlée en réponse à des signaux locaux. Ainsi, in vitro, en l’absence d’activation, les plaquettes ne libèrent pas leurs facteurs de croissance.  De fortes doses de thrombine calcifiée sont donc nécessaires pour induire une dégranulation complète des plaquettes et une libération incontrôlée des facteurs de croissance.

 L’activation plaquettaire endogène se produit lorsque le PRP est injecté dans les tissus du patient (10)Les plaquettes sont physiologiquement activées par le contact avec les protéines de la matrice extracellulaire (par exemple, le collagène) au site d’injection. Pour chaque étape du processus de guérison, les plaquettes sécrètent différents cocktails de facteurs de croissance, en réponse à des signaux locaux, afin de stimuler une réparation tissulaire organisée. L’activation exogène n’est nécessaire que pour obtenir un PRP sous forme de gel qui coagule rapidement au site d’injection, ou pour obtenir un caillot de fibrine, une colle de fibrine autologue enrichie en plaquettes ou des membranes de fibrine suturables (35,36). Ces types de produits sont utilisés, par exemple, pour traiter des plaies difficiles à cicatriser (37). Cela permet d’éviter la diffusion du PRP et d’assurer une action localisée.

 Nous recommandons l’utilisation d’un sérum autologue qui contient de la thrombine autologue au niveau physiologique pour activer le PRP, seul ou en combinaison avec une solution de calcium de qualité pharmaceutique.

Ce sérum est préparé à partir du sang du patient à l’aide d’un dispositif spécifique qui utilise également la technologie du gel séparateur, mais dans un tube sans anticoagulant.

L’utilisation de thrombine autologue permet la formation physiologique d’un caillot de fibrine dans lequel les plaquettes sécrètent des facteurs de croissance de manière contrôlée et séquentielle tout au long du processus de remplacement du caillot par un nouveau tissu.

6. Domaines thérapeutiques dans lesquels des études cliniques ont été publiées.

 

Les produits biologiques préparés avec les appareils Regen Lab sont utilisés dans de nombreux domaines thérapeutiques tels que : la médecine sportive, la chirurgie orthopédique, le soin de la peau et le soin des plaies, entre autres. Plus de 150 études cliniques avec des résultats positifs ont été publiées, voir tableau 2. (liste complète disponible sur demande).

7. Combinaisons biologiques innovantes avec l’acide hyaluronique pour une régénération tissulaire synergique

 

L’acide hyaluronique (AH) endogène, l’un des principaux composants de la matrice extracellulaire, est un polysaccharide qui appartient à la famille des glycosaminoglycanes et se compose d’une unité de base de deux sucres, l’acide glucuronique et la N-acétylglucosamine.

L’AH sert à maintenir un environnement hautement hydraté, à réguler l’équilibre osmotique, à absorber les chocs, à remplir l’espace et à servir de lubrifiant. Il joue un rôle dans la migration cellulaire et l’angiogenèse physiologique. Parmi ses caractéristiques uniques, sa biocompatibilité et sa biodégradabilité sont très importantes pour son utilisation clinique. L’AH existe généralement sous forme de poids moléculaire élevé dans le liquide synovial qui entoure les articulations, le cartilage et les tissus de l’œil et de la peau (38). Il est considéré comme un acteur clé dans le processus de régénération des tissus (39,40). Il a été prouvé qu’il modulait l’inflammation, la migration cellulaire et l’angiogenèse, qui sont les principales phases de la cicatrisation des plaies (41). Les propriétés biologiques de l’AH sont liées à sa taille moléculaire : l’AH de poids moléculaire élevé présente des propriétés anti-inflammatoires, immunosuppressives et antiangiogéniques, tandis que l’AH de faible poids moléculaire présente de puissantes molécules pro-inflammatoires et pro-angiogéniques.

L’AH exogène peut être traité et fonctionnalisé par des modifications physiques et chimiques et par réticulation pour générer des hydrogels polyvalents à base d’AH présentant des applications cliniques variées (42). L’AH possède de nombreuses qualités, telles que des effets hydratants et anti-âge, qui le recommandent par rapport à d’autres substances utilisées dans la régénération de la peau (38,43).

Le poids moléculaire de l’AH influence sa pénétration dans la peau et son activité biologique (43). Il peut être injecté par voie intradermique ou utilisé par voie topique. L’AH est couramment utilisé dans d’autres applications cliniques, notamment les injections intra-articulaires, la chirurgie ophtalmique et l’ingénierie tissulaire (vasculaire, peau, cartilage, os) (44).

Cellular Matrix® :

De nombreux médecins sont intéressés par la combinaison du PRP avec l’AH. Comme le PRP et l’AH ciblent des voies différentes et ont des fonctions différentes, lorsqu’ils sont utilisés ensemble, ils peuvent avoir un effet synergique comme approche thérapeutique pour la guérison, l’inflammation ou à des fins analgésiques.

Cellular Matrix est le premier et, à ce jour, le seul dispositif médical certifié CE qui permet la combinaison de l’AH et du PRP dans le respect des dispositifs médicaux et des réglementations sanitaires. L’AH crée une matrice favorable aux cellules dans laquelle les plaquettes sont suspendues. Ce réseau biologiquement enrichi facilite la migration et la prolifération des cellules vers le site traité.

 

En effet, l’AH est un dispositif médical implantable et le PRP un médicament biologique. Par conséquent, les professionnels de santé ne sont pas censés préparer leur propre mélange PRP-HA en combinant n’importe quel AH avec n’importe quel PRP, car les modifications des dispositifs médicaux ou des médicaments biologiques ne sont pas autorisées. Ce dispositif a été conçu pour permettre la préparation rapide et sûre de PRP en présence d’un AH de haute qualité, non réticulé, produit par fermentation bactérienne, en utilisant une technologie similaire à celle utilisée pour l’isolement du PRP, mais avec un AH préchargé dans le tube (Figure 3).

Conclusion

La médecine régénérative englobe un large éventail de techniques visant à réparer, voire à remplacer, les tissus endommagés ou âgés. 

Parmi celles-ci, le plasma riche en plaquettes autologue est l’une des plus simples et des plus efficaces. Cette approche est basée sur les capacités intrinsèques du corps humain à s’autoréparer et sur le rôle des plaquettes dans ce processus.

L’utilisation du PRP standardisé, seul ou en combinaison, dans le cadre de la médecine régénérative suscite un intérêt croissant car il représente un traitement sûr et naturel, et il a, jusqu’à présent, démontré des résultats prometteurs dans un grand nombre d’indications thérapeutiques.

De nombreux dispositifs médicaux pour la préparation du PRP sont sur le marché. Ils varient beaucoup en termes de technologie et de composition finale du PRP. Nous avons discuté de leurs spécificités et de leurs limites par rapport à notre technologie.

Le PRP est désormais un acteur clé du monde médical avec des millions de patients traités chaque année. 

Cependant, les limitations liées à l’absence d’une procédure standardisée pour sa préparation rendent difficile la comparaison des données cliniques disponibles. La technologie décrite dans cette publication apporte une solution au défi de la standardisation des préparations de PRP destinées à des usages thérapeutiques.

 

 

References

  1. Wu, P.I.; Diaz, R.; Borg-Stein, J. Platelet-Rich Plasma. Physical medicine and rehabilitation clinics of North America 2016, 27, 825-853, doi:10.1016/j.pmr.2016.06.002.
  2. Knighton, D.R.; Hunt, T.K.; Thakral, K.K.; Goodson, W.H., 3rd. Role of platelets and fibrin in the healing sequence: an in vivo study of angiogenesis and collagen synthesis. Ann Surg 1982, 196, 379-388, doi:10.1097/00000658-198210000-00001.
  3. Knighton, D.R.; Ciresi, K.F.; Fiegel, V.D.; Austin, L.L.; Butler, E.L. Classification and treatment of chronic nonhealing wounds. Successful treatment with autologous platelet-derived wound healing factors (PDWHF). Ann Surg 1986, 204, 322-330, doi:10.1097/00000658-198609000-00011.
  4. Labusca, L.S.; Cionca, D. Clinical review about the role of platelet rich plasma for the treatment of traumatic and degenerative musculoskeletal disorders. Ortho & Rheum Open Access J 2016, 2, OROAJ.MS.ID.55589.
  5. Cohn, C.S.; Lockhart, E. Autologous platelet-rich plasma: evidence for clinical use. Current opinion in hematology 2015, 22, 527-532, doi:10.1097/MOH.0000000000000183.
  6. Engebretsen, L.; Steffen, K.; Alsousou, J.; Anitua, E.; Bachl, N.; Devilee, R.; Everts, P.; Hamilton, B.; Huard, J.; Jenoure, P.; et al. IOC consensus paper on the use of platelet-rich plasma in sports medicine. Br J Sports Med 2010, 44, 1072-1081, doi:10.1136/bjsm.2010.079822.
  7. Federal Food, Drug, and Cosmetic Act (FD&C Act). As Amended Through P.L. 117–103, Enacted March 15, 2022 U.S. Department of Health and Human Services. .
  8. REGULATION (EU) 2017/745 OF THE EUROPEAN PARLIAMENT AND OF THE COUNCIL of 5 April 2017 on medical devices, amending Directive 2001/83/EC, Regulation (EC) No 178/2002 and Regulation (EC) No 1223/2009 and repealing Council Directives 90/385/EEC and 93/42/EEC.
  9. Harmon, K.; Hanson, R.; Bowen, J.; Greenberg, S.; Magaziner, E.; Vandenbosch, J.; Harshfield, D.; Shiple, B.; Audley, D. Guidelines for the Use of Platelet Rich Plasma. The International Cellular Medical Society 2011.
  10. DeLong, J.M.; Russell, R.P.; Mazzocca, A.D. Platelet-rich plasma: the PAW classification system. Arthroscopy : the journal of arthroscopic & related surgery : official publication of the Arthroscopy Association of North America and the International Arthroscopy Association 2012, 28, 998-1009, doi:10.1016/j.arthro.2012.04.148.
  11. Maisel-Campbell, A.L.; Ismail, A.; Reynolds, K.A.; Poon, E.; Serrano, L.; Grushchak, S.; Farid, C.; West, D.P.; Alam, M. A systematic review of the safety and effectiveness of platelet-rich plasma (PRP) for skin aging. Arch Dermatol Res 2020, 312, 301-315, doi:10.1007/s00403-019-01999-6.
  12. Corash, L.; Tan, H.; Gralnick, H.R. Heterogeneity of human whole blood platelet subpopulations. I. Relationship between buoyant density, cell volume, and ultrastructure. Blood 1977, 49, 71-87.
  13. Oh, J.H.; Kim, W.; Park, K.U.; Roh, Y.H. Comparison of the Cellular Composition and Cytokine-Release Kinetics of Various Platelet-Rich Plasma Preparations. The American journal of sports medicine 2015, 43, 3062-3070, doi:10.1177/0363546515608481.
  14. Degen, R.M.; Bernard, J.A.; Oliver, K.S.; Dines, J.S. Commercial Separation Systems Designed for Preparation of Platelet-Rich Plasma Yield Differences in Cellular Composition. HSS journal : the musculoskeletal journal of Hospital for Special Surgery 2017, 13, 75-80, doi:10.1007/s11420-016-9519-3.
  15. Gorgu, M.; Gokkaya, A.; Dogan, A. Comparison of Two Anticoagulants for Pain Associated with Platelet-Rich Plasma Injections. Aesthetic Plast Surg 2020, 44, 955-961, doi:10.1007/s00266-019-01541-z.
  16. Bowen, R.A.; Remaley, A.T. Interferences from blood collection tube components on clinical chemistry assays. Biochemia medica 2014, 24, 31-44, doi:10.11613/BM.2014.006.
  17. Larsen, R.; Gouveia, Z.; Soares, M.P.; Gozzelino, R. Heme cytotoxicity and the pathogenesis of immune-mediated inflammatory diseases. Front Pharmacol 2012, 3, 77, doi:10.3389/fphar.2012.00077.
  18. Boswell, S.G.; Cole, B.J.; Sundman, E.A.; Karas, V.; Fortier, L.A. Platelet-rich plasma: a milieu of bioactive factors. Arthroscopy 2012, 28, 429-439, doi:10.1016/j.arthro.2011.10.018.
  19. Brancato, S.K.; Albina, J.E. Wound macrophages as key regulators of repair: origin, phenotype, and function. Am J Pathol 2011, 178, 19-25, doi:10.1016/j.ajpath.2010.08.003.
  20. Nishio, H.; Saita, Y.; Kobayashi, Y.; Takaku, T.; Fukusato, S.; Uchino, S.; Wakayama, T.; Ikeda, H.; Kaneko, K. Platelet-rich plasma promotes recruitment of macrophages in the process of tendon healing. Regenerative therapy 2020, 14, 262-270, doi:10.1016/j.reth.2020.03.009.
  21. Yoshida, R.; Murray, M.M. Peripheral blood mononuclear cells enhance the anabolic effects of platelet-rich plasma on anterior cruciate ligament fibroblasts. Journal of orthopaedic research : official publication of the Orthopaedic Research Society 2013, 31, 29-34, doi:10.1002/jor.22183.
  22. Naldini, A.; Morena, E.; Fimiani, M.; Campoccia, G.; Fossombroni, V.; Carraro, F. The effects of autologous platelet gel on inflammatory cytokine response in human peripheral blood mononuclear cells. Platelets 2008, 19, 268-274, doi:10.1080/09537100801947426.
  23. Zhou, Y.; Zhang, J.; Wu, H.; Hogan, M.V.; Wang, J.H. The differential effects of leukocyte-containing and pure platelet-rich plasma (PRP) on tendon stem/progenitor cells – implications of PRP application for the clinical treatment of tendon injuries. Stem cell research & therapy 2015, 6, 173, doi:10.1186/s13287-015-0172-4.
  24. Kim, J.H.; Park, Y.B.; Ha, C.W.; Roh, Y.J.; Park, J.G. Adverse Reactions and Clinical Outcomes for Leukocyte-Poor Versus Leukocyte-Rich Platelet-Rich Plasma in Knee Osteoarthritis: A Systematic Review and Meta-analysis. Orthopaedic journal of sports medicine 2021, 9, 23259671211011948, doi:10.1177/23259671211011948.
  25. Cavallo, C.; Filardo, G.; Mariani, E.; Kon, E.; Marcacci, M.; Pereira Ruiz, M.T.; Facchini, A.; Grigolo, B. Comparison of platelet-rich plasma formulations for cartilage healing: an in vitro study. The Journal of bone and joint surgery. American volume 2014, 96, 423-429, doi:10.2106/JBJS.M.00726.
  26. Fitzpatrick, J.; Bulsara, M.; Zheng, M.H. The Effectiveness of Platelet-Rich Plasma in the Treatment of Tendinopathy: A Meta-analysis of Randomized Controlled Clinical Trials. The American journal of sports medicine 2017, 45, 226-233, doi:10.1177/0363546516643716.
  27. Dovi, J.V.; Szpaderska, A.M.; DiPietro, L.A. Neutrophil function in the healing wound: adding insult to injury? Thromb Haemost 2004, 92, 275-280, doi:10.1267/THRO04080275.
  28. Graziani, F.; Ivanovski, S.; Cei, S.; Ducci, F.; Tonetti, M.; Gabriele, M. The in vitro effect of different PRP concentrations on osteoblasts and fibroblasts. Clinical oral implants research 2006, 17, 212-219, doi:10.1111/j.1600-0501.2005.01203.x.
  29. Yoshida, R.; Cheng, M.; Murray, M.M. Increasing platelet concentration in platelet-rich plasma inhibits anterior cruciate ligament cell function in three-dimensional culture. Journal of orthopaedic research : official publication of the Orthopaedic Research Society 2014, 32, 291-295, doi:10.1002/jor.22493.
  30. Fleming, B.C.; Proffen, B.L.; Vavken, P.; Shalvoy, M.R.; Machan, J.T.; Murray, M.M. Increased platelet concentration does not improve functional graft healing in bio-enhanced ACL reconstruction. Knee surgery, sports traumatology, arthroscopy : official journal of the ESSKA 2015, 23, 1161-1170, doi:10.1007/s00167-014-2932-6.
  31. Filardo, G.; Kon, E.; Pereira Ruiz, M.T.; Vaccaro, F.; Guitaldi, R.; Di Martino, A.; Cenacchi, A.; Fornasari, P.M.; Marcacci, M. Platelet-rich plasma intra-articular injections for cartilage degeneration and osteoarthritis: single- versus double-spinning approach. Knee surgery, sports traumatology, arthroscopy : official journal of the ESSKA 2012, 20, 2082-2091, doi:10.1007/s00167-011-1837-x.
  32. Rappl, L.M. Effect of platelet rich plasma gel in a physiologically relevant platelet concentration on wounds in persons with spinal cord injury. Int Wound J 2011, 8, 187-195, doi:10.1111/j.1742-481X.2011.00770.x.
  33. Marx, R.E. Platelet-rich plasma (PRP): what is PRP and what is not PRP? Implant dentistry 2001, 10, 225-228.
  34. Ross, R.; Glomset, J.; Kariya, B.; Harker, L. A platelet-dependent serum factor that stimulates the proliferation of arterial smooth muscle cells in vitro. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 1974, 71, 1207-1210.
  35. Hersant, B.; SidAhmed-Mezi, M.; La Padula, S.; Niddam, J.; Bouhassira, J.; Meningaud, J.P. Efficacy of Autologous Platelet-rich Plasma Glue in Weight Loss Sequelae Surgery and Breast Reduction: A Prospective Study. Plastic and reconstructive surgery. Global open 2016, 4, e871, doi:10.1097/GOX.0000000000000823.
  36. Gumina, S.; Campagna, V.; Ferrazza, G.; Giannicola, G.; Fratalocchi, F.; Milani, A.; Postacchini, F. Use of platelet-leukocyte membrane in arthroscopic repair of large rotator cuff tears: a prospective randomized study. J Bone Joint Surg Am 2012, 94, 1345-1352, doi:10.2106/JBJS.K.00394.
  37. Hu, Z.; Qu, S.; Zhang, J.; Cao, X.; Wang, P.; Huang, S.; Shi, F.; Dong, Y.; Wu, J.; Tang, B.; et al. Efficacy and Safety of Platelet-Rich Plasma for Patients with Diabetic Ulcers: A Systematic Review and Meta-analysis. Advances in wound care 2019, 8, 298-308, doi:10.1089/wound.2018.0842.
  38. Neuman, M.G.; Nanau, R.M.; Oruna-Sanchez, L.; Coto, G. Hyaluronic acid and wound healing. Journal of pharmacy & pharmaceutical sciences : a publication of the Canadian Society for Pharmaceutical Sciences, Societe canadienne des sciences pharmaceutiques 2015, 18, 53-60, doi:10.18433/j3k89d.
  39. Abatangelo, G.; Vindigni, V.; Avruscio, G.; Pandis, L.; Brun, P. Hyaluronic Acid: Redefining Its Role. Cells 2020, 9, doi:10.3390/cells9071743.
  40. Litwiniuk, M.; Krejner, A.; Speyrer, M.S.; Gauto, A.R.; Grzela, T. Hyaluronic Acid in Inflammation and Tissue Regeneration. Wounds : a compendium of clinical research and practice 2016, 28, 78-88.
  41. Lierova, A.; Kasparova, J.; Filipova, A.; Cizkova, J.; Pekarova, L.; Korecka, L.; Mannova, N.; Bilkova, Z.; Sinkorova, Z. Hyaluronic Acid: Known for Almost a Century, but Still in Vogue. Pharmaceutics 2022, 14, doi:10.3390/pharmaceutics14040838.
  42. Ding, Y.W.; Wang, Z.Y.; Ren, Z.W.; Zhang, X.W.; Wei, D.X. Advances in modified hyaluronic acid-based hydrogels for skin wound healing. Biomaterials science 2022, 10, 3393-3409, doi:10.1039/d2bm00397j.
  43. Juncan, A.M.; Moisa, D.G.; Santini, A.; Morgovan, C.; Rus, L.L.; Vonica-Tincu, A.L.; Loghin, F. Advantages of Hyaluronic Acid and Its Combination with Other Bioactive Ingredients in Cosmeceuticals. Molecules 2021, 26, doi:10.3390/molecules26154429.
  44. Dovedytis, M.L., JZ; Bartlett, S. Hyaluronic acid and its biomedical applications: A review. Engineered Regeneration 2020, 1, doi:10.1016/j.engreg.2020.10.001.

 

 

Contributions des auteurs : Conceptualisation et rédaction – préparation de la version originale, F.G., S.V. et S.B. ; rédaction – révision et édition, F.G., S.V. et S.B. ; visualisation, S.B. ; supervision, A.T. et S.B. ; administration du projet, A.T. et S.B. ; acquisition du financement, A.T. Tous les auteurs ont lu et approuvé la version publiée du manuscrit.